- Nile Blue
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Strukturformel 
Allgemeines Name Nilblau Andere Namen - 5-Amino-9-(diethylamino) benzo[a]phenoxazin-7-ium
- C.I. 51180
- Basic Blue 12
Summenformel C20H20N3O+ CAS-Nummer - 2381-85-3 (Hydrochlorid)
- 3625-57-8 (Hydrogensulfat)
Kurzbeschreibung grün glänzendes, kristallines Pulver Eigenschaften Molare Masse 318,392 g·mol−1 Aggregatzustand fest
Schmelzpunkt >300 °C [1]
Siedepunkt Zersetzung
Löslichkeit löslich in Wasser (50 g·l−1 bei 25 °C) [1]
Sicherheitshinweise Gefahrstoffkennzeichnung [1] 
Reizend (Xi) R- und S-Sätze R: 36/38 S: 22 WGK 2 (wassergefährdend) [1] Soweit möglich und gebräuchlich, werden SI-Einheiten verwendet. Wenn nicht anders vermerkt, gelten die angegebenen Daten bei Standardbedingungen. Nilblau, oft auch als Nilblau A (meist nur das Hydrogensulfat) bezeichnet, ist ein fluoreszierender Phenoxazin-Farbstoff.
Als Indikatorfarbstoff zeigt Nilblau im saurem Milieu eine blaue Farbe und ist im Alkalischen rot.[2]
Durch Kochen einer Lösung von Nilblau mit Schwefelsäure entsteht der Farbstoff Nilrot.
Inhaltsverzeichnis
Chemisch physikalische Eigenschaften
Nilblauhydrochlorid in Wasser in unterschiedlicher Konzentration.
V.l.n.r.: 1000 ppm, 100 ppm, 10 ppm, 1 ppm, 100 ppb.
Nilblau in Wasser bei verschiedenen pH-Werten.
V.l.n.r.: pH 0, pH 4, pH 7, pH 10, pH 14.
Nilblau in Wasser (untere Phase) und Ethylacetat (obere Phase) bei Tageslicht.
V.l.n.r.: pH 0, pH 4, pH 7, pH 10, pH 14
Nilblau in Wasser (untere Phase) und Ethylacetat (obere Phase) im UV-Licht (366 nm).
V.l.n.r.: pH 0, pH 4, pH 7, pH 10, pH 14
Nilblau (freie Base) bei Tageslicht (obere Reihe) und UV-Licht (366 nm, untere Reihe) in verschiedenen Lösungsmitteln.
V.l.n.r.: 1. Methanol, 2. Ethanol, 3. tert-Butylmethylether, 4. Cyclohexan, 5. n-Hexan, 6. Aceton, 7. Tetrahydrofuran, 8. Ethylacetat, 9. Dimethylformamid, 10. Acetonitril, 11. Toluol, 12. ChloroformNilblau ist ein Fluoreszenzfarbstoff. Die Fluoreszenz zeigt besonders in apolaren Lösungsmitteln eine hohe Quantenausbeute:[3]
Die Absorption und Emissionsmaxima von Nilblau sind stark abhängig vom pH-Wert und dem verwendeten Lösungsmittel.
Die Absorptions- und Emissionsmaxima von Nilblau in Abhängigkeit vom verwendeten Lösungsmittel[3] Lösungsmittel Absorption λmax
(nm)Emission λmax
(nm)Toluol 493 574 Aceton 499 596 Dimethylformamid 504 598 Chloroform 624 647 1-Butanol 627 664 2-Propanol 627 665 Ethanol 628 667 Methanol 626 668 Wasser 635 674 1,0 N Salzsäure (pH=1,0) 457 556 0,1 N Natronlauge (pH=11,0) 522 668 Ammoniakwasser (pH=13,0) 524 668 Die Fluoreszenzdauer von Nilblau wurde in Ethanol mit 1,42 ns bestimmt. Dies ist kürzer als der entsprechende Wert von Nilrot mit 3,65 ns. Die Fluoreszenzdauer ist relativ invariant gegenüber Verdünnungen im Bereich von 10−3 – 10−8 mol·dm−3.[3]
Die Nilblau-Färbung
Nilblau wird zur histologischen Anfärbung von biologischen Präparaten verwendet. Dabei gelingt die Unterscheidung zwischen neutralen Lipiden (Triglyceride, Cholesterinester, Steroide) die rosa angefärbt werden und sauren (Fettsäuren, Chromolipide, Phospholipide) die blau angefärbt werden.[4]
Die Nilblau-Färbung nach Kleeberg benötigt folgende Chemikalien
- Nilblau A
- 1%ige Essigsäure
- Glycerin bzw. Glyceringelatine
Der Arbeitsablauf
Das Präparat wird in Formol fixiert. Daraus werden [[Gefrierschnitte oder Zupfpräparate hergestellt. Anschließend wird für 20 Minuten in die Nilblau-Lösung getaucht und danach mit Wasser abgespült. Zur besseren Differenzierung wird in 1%ige Essigsäure für 10–20 Minuten eingetaucht, bis die Farbtöne rein sind. Dies kann u.U. schon nach 1–2 Minuten der Fall sein. Dann wird in mehrfach gewechseltem Wasser gründlich gewässert (ein bis zwei Stunden). Danach kann das angefärbte Präparat auf einen Objektträger gezogen und der Wasserüberschuss abgesaugt werden. Der Einschluss des Präparates kann in Glycerin oder lauwarmer Glyceringelatine erfolgen.
Das Ergebnis
Ungesättigte Glyceride sind rosa, Kerne und Elastica dunkelblau, Fettsäuren und zahlreiche Fettsubstanzen und Fettgemische blau bis violett gefärbt.[5]
Beispiel: Nachweis von Poly-β-hydroxybutyrat-Granula (PHB)
Die PHB-Granula in den Zellen von Pseudomonas solanacearum können durch Anfärbung mit Nilblau A sichtbar gemacht werden. Die PHB-Granula der gefärbten Ausstriche zeigen unter einem Epifluoreszenzmikroskop bei 450 nm Anregungswellenlänge unter Ölimmersion, bei einer 1000 fachen Vergrößerung eine kräftige orangefarbene Fluoreszenz.[6]
Nilblau in der Onkologie
Derivate des Nilblau sind potentielle Photosensibilisatoren in der Photodynamischen Therapie (PDT) von malignen Tumoren. Diese Farbstoffe werden durch Farbstoffaggregation in den Tumorzellen, speziell in den Lipidmembranen und/oder sequestriert in den subzellularen Organellen, stark angereichert.[7]
Mit dem Nilblau-Derivat N-Ethyl-Nilblau (EtNBA) konnte in Tierversuchen zwischen normalem und prämalignem Gewebe mittels Fluoreszenzbildgebung bzw. Fluoreszenzspektroskopie unterschieden werden. EtNBA zeigt dabei keine phototoxischen Effekte.[8]
Einzelnachweise
- ↑ a b c d Sicherheitsdatenblatt der Firma Merck, abgerufen am 3. Juni 2008
- ↑ Universität Bochum, Ketogenese, Lipoproteine – biochemische Grundlagen, abgerufen am 27. Juni 2007
- ↑ a b c Jose J et. al., Benzophenoxazine-based fluorescent dyes for labeling biomolecules, in Tetrahedron, 62/2006, S. 11021–37
- ↑ Roche Lexikon, abgerufen am 25. Juni 2007
- ↑ Benno Romeis, Mikroskopische Technik, 15. Aufl., R. Oldenbourg Verlag, München, 1948
- ↑ 97/647/EG: Entscheidung der EU-Kommission vom 9. September 1997 über ein vorläufiges Versuchsprogramm für Diagnose, Nachweis und Identifizierung von Pseudomonas solanacearum (Smith) Smith in Kartoffeln, abgerufen am 27. Juni 2007
- ↑ Lin CW et.al., Lysosomal localization and mechanism of uptake of Nile blue photosensitizers in tumor cells, in Cancer Research, 51/1991, S. 2710–9, PMID 2021950
- ↑ van Staveren HJ, Fluorescence imaging and spectroscopy of ethyl nile blue A in animal models of (pre)malignancies, in Photochemistry and photobiology, 73/2001, S. 32–8. PMID 11202363
Literatur
- Green FJ, The Sigma-Aldrich Handbook of Stains, Dyes and Indicators, Aldrich Chemical Company, Milwaukee, 1990.
- Rao J et. al., Fluorescence imaging in vivo: recent advances, in Current Opinion in Biotechnology, 18/2007, S. 17–25.
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