Stechmücken

Stechmücken
Gelbfiebermücke (Stegomyia aegypti)
Systematik
Klasse: Insekten (Insecta) Unterklasse: Fluginsekten (Pterygota) Überordnung: Neuflügler (Neoptera) Ordnung: Zweiflügler (Diptera) Unterordnung: Mücken (Nematocera) Familie: Stechmücken
Wissenschaftlicher Name
Culicidae
Meigen, 1818

Stechmücken (Culicidae) sind eine Familie von Insekten innerhalb der Ordnung der Zweiflügler. Weltweit gibt es mehr als 2500 Stechmückenarten.^[1] In Europa kommen 104 Arten vor, von denen fast alle auch in Mitteleuropa zu finden sind.^[2]

Mit Hilfe spezialisierter Mundwerkzeuge, dem stechend-saugenden Rüssel, können weibliche Stechmücken die Haut ihrer Wirte durchstechen und Blut saugen. Die dabei aufgenommenen Proteine (Körpereiweiße) sind für die Produktion der Eier erforderlich. Ansonsten ernähren sich weibliche Stechmücken, wie auch die Männchen, von Nektar und anderen zuckerhaltigen Pflanzen- oder Fruchtsäften. Unterschiedliche Stechmückenarten können auf verschiedene Wirte oder Wirtsgruppen spezialisiert sein. Bestimmte Stechmücken sind als Krankheitsüberträger von Infektionskrankheiten, wie zum Beispiel Malaria oder Denguefieber, bedeutend.

Die stammesgeschichtlich älteste bisher bekannte Stechmücke ist als Inkluse (Einschluss) in etwa 79 Millionen Jahre altem Bernsteinfossil erhalten.^[3] Eine ursprünglichere Schwesterart der Stechmücken ist in 90 bis 100 Millionen Jahre altem Bernstein überliefert.^[4]

In weiten Teilen Österreichs werden Stechmücken Gelsen genannt, in Teilen der Schweiz und Süddeutschlands Staunsen, Stanzen oder Schnaken. Letzteres steht im Gegensatz zur Bedeutung des Begriffes Schnaken in der Zoologie, der die Arten einer anderen Familie der Zweiflügler zusammenfasst, welche kein Blut saugen. Der mittlerweile recht häufig verwendete Name Moskito ist von dem spanischen und portugiesischen Wort Mosquito (wörtlich: kleine Fliege) abgeleitet, das ebenfalls Mücke bedeutet. Von den Stechmücken sind andere blutsaugende Insekten abzugrenzen.

Vorkommen

Abgesehen von den Eisflächen der Polargebiete und den Wüsten kommen sie weltweit meist in der Nähe von Wasserstellen jeder Größe vor. Vor allem große sumpfige Gebiete wie in der Tundra und Taiga sind ideale Brutstätten für die Mücke. Allerdings haben die verschiedenen Arten sehr unterschiedliche Verbreitungsgebiete.

Merkmale

Die Gelbfiebermücke Stegomyia aegypti, eine Vertreterin der Unterfamilie Culicinae. Links das Männchen, rechts davon Weibchen. Beachte die buschigeren Fühler und die längeren Mundtaster (Palpen) beim Männchen. Rechts allerdings eine untypische Ausrichtung einer ruhenden Stechmücke – normalerweise sitzen die Tiere an senkrechten Flächen mit dem Kopf nach oben.

Erwachsene Stechmücken sind feingliedrige, abhängig von Art und der Ernährung der Jugendstadien unterschiedlich große zweigeflügelte Insekten, aber selten größer als 15 Millimeter. Ihre Flügel sind häutig, teilweise beschuppt, dazu verfügen sie als Zweiflügler über zwei Schwingkölbchen oder Halteren. Ihre Fühler sind mittellang und vielgliedrig, sie haben einen etwa ebenso langen Saugrüssel, haben einen schlanken Körper und lange Beine. Stechmücken wiegen nur etwa 2 bis 2,5 Milligramm.

Die Männchen sind meist kleiner als die Weibchen. Man erkennt sie vor allem an ihren buschigeren Fühlern. Weibliche Vertreter der Unterfamilie Culicinae haben zudem Mundtaster (Palpen), die erheblich kürzer sind als der Stechrüssel. Bei Vertretern der Unterfamilie Anophelinae sind die Palpen bei beiden Geschlechtern etwa so lang wie der Rüssel.

Verwechslungen

Es besteht die Möglichkeit einer Verwechslung mit anderen Zweiflüglern, vor allem mit Zuckmücken und Wiesenschnaken, die Stechmücken in ihrem Aussehen ähneln, die jedoch kein Blut saugen.

Flugeigenschaften

Sie können mit einer Geschwindigkeit von etwa 1,5 bis 2,5 Kilometer pro Stunde fliegen. Die Flughöhe einer Stechmücke ist im Allgemeinen abhängig von der jeweiligen Art, von der Höhe des Aufenthaltsortes über dem Meeresspiegel, vom Wetter, dem Luftdruck, der Temperatur und den Lichtverhältnissen. Bei warmem, windstillem Wetter mit leichter Bewölkung ohne starke, direkte Sonneneinstrahlung ist die Aktivität der Stechmücke am größten. Dann kann von einigen Arten zudem eine große Flughöhe erreicht werden, indem sie von thermischen Aufwinden in Höhen von über 100 Meter über dem Boden getragen werden. Bei kühler oder regnerischer Witterung fliegen viele Stechmücken nur kurze Distanzen und verbleiben eher in Bodennähe. Bei deutlichem Wind und Temperaturen im Bereich des Gefrierpunktes stellen sie die Flugaktivität komplett ein.

Ernährung

Detailvergrößerung einer blutsaugenden Stechmücke mit den für die weiblichen Vertreter der Unterfamilie Culicinae typischen kurzen Mundtastern. Rot-orange das Stechborstenbündel, im Bild rechts davon die nach hinten weggestauchte Unterlippe, die nicht in die Haut eindringt.

Die Weibchen müssen nach der Befruchtung durch die Männchen eine Blutmahlzeit zu sich nehmen, da sie fremdes Protein benötigen, um Eier zu bilden; die Aufnahme von Blut ist somit unverzichtbar für die Fortpflanzung der meisten Stechmücken. Die Blutmahlzeit wird mit Hilfe eines Stechrüssels aufgenommen. Dabei bilden verschiedene Mundwerkzeuge eine Struktur aus Stechborsten (Oberlippe oder Labrum, paarige Ober- und Unterkiefer oder Mandibel und Maxille sowie Schlundrohr oder Hypopharynx). Dieses Stechborstenbündel kann die Haut des Wirtes durchdringen und bildet im Inneren zwei Kanäle. Durch den einen kann Speichel injiziert, durch den anderen das Blut aufgesaugt werden. In der Ruhestellung liegen die Stechborsten in einer von der Unterlippe Labium gebildeten Scheide verborgen. Beim Stich dringt die Unterlippe selbst nicht in die Haut ein, sondern wird gestaucht und biegt sich nach hinten.

Bei den Männchen sind die Stechborsten verkürzt, für einen wirklichen Stich ungeeignet und dienen nur zum Aufsaugen freiliegender Flüssigkeiten (Wasser und zuckerhaltige Pflanzensäfte). Auch die Weibchen decken ihren Energiebedarf normalerweise mit der Aufnahme von süßen Pflanzensäften. Die wichtigste Kohlenhydratquelle ist dabei Nektar, wobei bestimmte Nektarquellen anderen vorgezogen werden. Als effektive Bestäuber von Pflanzen sind bisher allerdings nur zwei Arten beschrieben worden: der Orchidee Habenaria (Platanthera) obtusata und dem Ohrlöffel-Leimkraut Silene otites, einem Nelkengewächs. Dabei scheinen auch bestimmte von den Blüten produzierte Duftstoffe für Stechmücken attraktiv zu sein.^[5]

Eine Ausnahme zu der Regel, dass weibliche Stechmücken Blut für die Produktion ihrer Eier benötigen, bilden die Weibchen der Gattung Toxorhynchites, deren Mundwerkzeuge sich nicht für den Stich eines Blutwirtes eignen. Die Larven dieser Gattung fressen andere Mückenlarven und sind damit in der Lage, bereits als Jugendstadium genügend Protein für die Eiproduktion als erwachsenes Weibchen aufzunehmen und zu speichern. Auch bei anderen Stämmen oder Arten wie beispielsweise bei Culex pipiens molestus^[6] kann es vorkommen, dass Weibchen ohne Blutmahlzeit ein erstes Gelege produzieren (Autogenie), bei dem die Eizahl deutlich verringert ist.^[7] Teilweise ist es sogar möglich, dass mehr als nur ein autogenes Gelege produziert wird.^[8]

Auffindung der Nahrungsquelle

Durch Labor- und Freilandexperimente hat man herausgefunden, dass Stechmücken vor allem durch ausgeatmetes Kohlenstoffdioxid und Körperdüfte (zum Beispiel verschiedene Fettsäuren und Ammoniak) ihre Blutwirte finden. Abhängig von Art und Wirtsspezifität können dabei einzelne Substanzen eine besondere Bedeutung haben. So ist beispielsweise bei der auf den Menschen spezialisierten Gelbfiebermücke (Stegomyia aegypti), die auf der menschlichen Haut auftretende Milchsäure ein zentraler Reiz für die Wirtsfindung.^[9]

Bei der Wirtsfindung folgen die Stechmücken der Duftfahne ihres Wirtes bis zu ihrer Quelle. Dabei geben anscheinend neben der chemischen Zusammensetzung der Duftfahne auch ihre Größe, Struktur und Form der Mücke wichtige Informationen über den Wirt und seine Entfernung.^[10][11] Im Nahbereich spielen zusätzlich visuelle Hinweise und die Körperwärme eine Rolle.

Begattung

Viele Stechmückenarten paaren sich in stationären Schwärmen, die zu bestimmten Tageszeiten (oft zur Dämmerung) gebildet werden. Diese Paarungsschwärme können aus tausenden Individuen bestehen; auch dies ist abhängig von der Art. Die einzelnen Teilnehmer fliegen dabei in Schleifen oder Zickzackbewegungen und orientieren sich normalerweise an auffälligen Landmarken. Die Schwärme bestehen zum größten Teil aus Männchen. Möglicherweise spielen bei der Schwarmbildung und dem Anlocken der Weibchen arteigene Duftstoffe (Aggregationspheromone) eine Rolle.^[12]

Sich nähernde Weibchen fliegen in den Schwarm hinein und werden begattet. Dabei orientieren sich die Männchen wohl vor allem an dem Summton der Weibchen, den sie mit Hilfe spezieller Hörorgane an der Basis ihrer buschigen Antennen wahrnehmen (Johnstonsches Organ). Obwohl die Antennen der Weibchen für den Empfang von Tönen weniger gut geeignet zu sein scheinen, wurde inzwischen nachgewiesen, dass auch die Weibchen auf den Flügelschlagton der Männchen reagieren – beide Partner passen während der Annäherung die Höhe ihrer Flugtöne aneinander an.^[13]

Auch eine Vielzahl anderer Insekten bilden Paarungsschwärme. Die meisten im Sommer angetroffenenen Schwärme werden beispielsweise von Zuckmücken gebildet.

Entwicklung

Das Leben einer Stechmücke gliedert sich in vier verschiedene Stadien: Ei, Larve, Puppe und Imago (das ausgewachsene Tier).

Ei

Die Eier werden je nach Art entweder einzeln (zum Beispiel Aedes oder Anopheles) oder in Eipaketen oder Schiffchen (zum Beispiel Culex) abgelegt. Die Ablage erfolgt auf der Wasseroberfläche oder in Wassernähe. Die meisten Arten bevorzugen stehende Gewässer. Teilweise reichen bereits kleinste Wassermengen wie in Baumhöhlen, Felsmulden, Bromelien oder ähnlichen Behältern aus. Oft sind die Eier von Stechmücken mit solchen Eiablagebiotopen trockenheitsresistent und können so ein Austrocknen überstehen (zum Beispiel Gelbfiebermücke oder Asiatische Tigermücke). Die Gattung Wyeomyia legt ihre Eier auch in die Fangbehälter insektenfressender Kannenpflanzen ab, Vertreter der Gattung Deinocerites verwenden normalerweise die Wasseransammlungen am Ende der Höhlen bestimmter Landkrabben.

Viele Vertreter legen ihre Eier in feuchten oder sumpfigen Biotopen ab, die Larven schlüpfen dann bei einer Überschwemmung (zum Beispiel die Wiesen- oder Auwaldmücken Aedimorphus vexans und Ochlerotata sticticus oder andere einheimische Vertreter der Gattung). In diesem Fall ist das Ei dann auch gemeinhin das überwinternde Stadium.

Larve

Seitliche Ansicht von Stechmückenlarven, in ihrer Futterhaltung an der Wasseroberfläche hängend: A: Anopheles (Unterfamilie Anophelinae); B: Culex (Unterfamilie Culicinae)

Es gibt vier Larvenstadien. Stechmückenlarven sind ausschließlich Wasserbewohner, atmen aber atmosphärische Luft. Vertreter der Unterfamilien Culicinae haben am achten Hinterleibsegment ein mehr oder weniger langes Atemrohr, durch das sie an der Wasseröberfläche hängend atmen. Als Ausnahme zapfen Larven der Gattung Mansonia mit ihren zähnchenbewehrten Atemsiphons die luftgefüllten Interzellularräume von Pflanzen an und sind so von der Wasseroberfläche unabhängig. Bei der Unterfamilie Anophelinae hängt die Larve horizontal unter der Wasseroberfläche und atmet durch eine ebenfalls am achten Hinterleibssegment befindliche Atemöffnung.

Detritus und Mikroorganismen dienen als Nahrung, die mithilfe bürstenartiger Mundwerkzeuge herbeigestrudelt und dann gefressen wird. Die Larven der Gattung Toxorhynchites leben dagegen räuberisch von anderen Stechmückenlarven. Bei Nahrungsknappheit kommt es bei diesen Larven sogar zu Kannibalismus, weshalb sich in den engen Brutplätzen – in den Tropen meist Bambusstümpfen – selten mehr als eine vollständig ausgewachsene Larve einer Art der Toxorhynchites befindet.

Bei Störung tauchen Stechmückenlarven schnell von der Wasseroberfläche ab. Sie bewegen sich dabei schlängelnd oder zuckend und mithilfe von ruderförmigen Haarbüscheln und -fächern fort.

Die Dauer des Larvenstadiums ist abhängig von der Art, der Temperatur und dem Nährstoffgehalt des Larvenbiotopes.

Abhängig von ihren Jugendbiotopen können bestimmte Mückenarten als Larve überwintern (zum Beispiel Mansonia).

Puppe

Mit der vierten Häutung schlüpft die Puppe, die als Ruhestadium keine Nahrung aufnimmt. In diesem Stadium atmet das Tier, normalerweise ebenfalls an der Wasseroberfläche durch zwei am Prothorax befindliche Atemhörnchen. Hier ist die Gattung Mansonia ebenfalls die Ausnahme; auch ihre Puppen zapfen Luft aus Pflanzen ab.

Stechmückenpuppen sind ebenfalls beweglich und können bei Gefahr schnell von der Wasseroberfläche abtauchen und fliehen.

Die Puppenruhe ist normalerweise kurz, nach wenigen Tagen schlüpft das erwachsene Tier.

Imago

Die Imago schlüpft innerhalb weniger Minuten aus einem dorsalen Riss in der Puppenhaut und ist nach etwa einer Stunde flugfähig. Männchen schlüpfen oft früher aus als die Weibchen.

Viele Anopheles-Arten und die Gattungen Culex und Culiseta überwintern in unseren Breiten als begattete Weibchen an kühlen, feuchten und geschützten Stelle, wie beispielsweise Keller, Höhlen oder Viehställen. Die Männchen sterben im Herbst.

• Entwicklungsstadien
• 

  Mückengelege (Eischiffchen), wahrscheinlich der Gattung Culex. Länge 7 mm.

• 

  Larve der Gattung Culex mit endständigem Atemrohr.

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  Kopf einer Larve

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  Culex-Larven in Atemposition an der Wasseroberfläche.

• 

  Atemrohr einer Larve

• 

  Larve der Gattung Anopheles.

• 

  Puppe von Anopheles oder Culex, beide sind sehr ähnlich.

Stechmücken als Krankheitsüberträger

Beim Stich können mit dem Speichel der Stechmücke auch Krankheitserreger (Viren, Bakterien, einzellige oder mehrzellige Parasiten) übertragen werden, welche die Mücke bei einer vorangegangenen Nahrungsaufnahme aufgenommen hat.^[14] Wichtig ist hierbei, dass sich die Krankheitserreger nach dem Stich eines infizierten Wirtes auch in der Mücke vermehren und in die Speicheldrüsen gelangen. Dafür müssen die Erreger, beziehungsweise ihre darauf spezialisierten Zwischenstadien, die Mücke ebenfalls infizieren. Deshalb kann auch nicht jede Mücke jeden Krankheitserreger übertragen. Die Zeitspanne zwischen der Aufnahme eines Krankheitserregers und der Möglichkeit, ihn weiterzugeben, wird bei Stechmücken und anderen Krankheitsvektoren „extrinsische Inkubationszeit“ genannt. Sie ist temperaturabhängig und dauert meistens zwischen 10 und 14 Tagen. Sticht ein infizierter Vektor also vor Ablauf der extrinsischen Inkubationszeit einen Wirt, kann die Krankheit noch nicht weitergegeben werden.

Wie bei allen Vektoren ist potentiell auch eine mechanische Übertragung durch Erregeranhaftung (Kontamination) des Stechrüssels der Stechmücke möglich, wenn das Insekt während der Nahrungsaufnahme bei einer infizierten Person gestört wird und alsbald auf einer anderen nicht infizierten Person weitersaugt. In der Praxis ist jedoch eine erhebliche Menge von Erregern für eine Infektion erforderlich. Ob diese Mindestmenge zum Beispiel bei einer Kontamination des Stechrüssels allein erreicht werden kann, ist fraglich. Epidemiologisch gibt es auch bis heute zumindest bei den Stechmücken für diese Übertragungsart keine eindeutigen Anzeichen.

Zu den wichtigsten von Stechmücken übertragenen Krankheitserregern gehören Plasmodien (Malaria), im Lymph- oder Blutgefäßsystem lebende parasitäre Würmer (Filariose, Dirofilariose), Viren (Gelbfieber, Dengue-Fieber, West-Nil-Fieber, Chikungunya-Fieber, Rift-Valley-Fieber) oder Bakterien (Tularämie).

Auch in Europa kommen von Stechmücken übertragene Krankheiten vor. Zu den bekanntesten zählen das West-Nil-Fieber und das Chikungunya-Fieber. Zu den weniger prominenten von Mücken übertragenen Viruserkrankungen gehört zum Beispiel das in Skandinavien und Karelien vorkommende Sindbis-Virus, das Fieber, Hautausschläge und hartnäckige Gelenkschmerzen hervorrufen kann. Die entsprechend hervorgerufene Krankheit heißt je nach Untertyp des Virus in Norwegen und Schweden Ockelbo-Krankheit, in Finnland Pogosta-Krankheit und im russischen Teil Kareliens Karelisches Fieber.^[15]

Durch den Stich hervorgerufene Körperreaktionen beim Menschen

Schmerzempfindung

Beim Stich einer Stechmücke kann eine sehr geringfügige Schmerzempfindung zustande kommen, wenn der in die Haut eindringende Stechrüssel (Proboscis) einen Schmerznerv trifft oder streift und das betreffende Nahrungsopfer den Stich bewusst wahrnimmt. Allerdings spielen beim Menschen hinsichtlich der dabei dann empfundenen Schmerzintensität diesbezüglich im Gehirn abgespeicherte Vorerfahrungen und emotionale Bewertungen des miterlebten Stichs eine Rolle.

Körperreaktionen und Behandlung

Kurze Zeit nach dem Stich tritt eine gewöhnlich auf die Einstichstelle begrenzte allergische Reaktion ein. Diese ist zumeist verbunden mit einem mehr oder minder starken Juckreiz. Beides wird von den Proteinen ausgelöst, welche die Stechmücke in die Saugstelle einspritzt, um das Gerinnen des Blutes zu verhindern. Oft bildet sich an der Einstichstelle für einige Stunden eine Quaddel. Diese Quaddeln entstehen nach dem Stich durch die Ausschüttung von körpereigenem Histamin.

Zur Behandlung bieten sich Antihistaminika an, um die allergische Reaktion zu unterdrücken. Auch ein Hausmittel, das lokale Erhitzen der Einstichstelle, hilft gegen die Schwellung und den Juckreiz, da die Proteine durch die Erhitzung denaturieren.

Bekämpfung der Stechmücke

Eine von Stechmücken befallene Hand

Ein von Stechmücken befallener Rücken

Die Bekämpfung von Stechmücken hat eine lange Tradition. Sie begann als Nebeneffekt der Trockenlegung von Feuchtgebieten bereits in der Vorgeschichte. Seit langer Zeit weiß man zudem, dass ein Ölfilm auf den Brutgewässern zur Erstickung der Larven führt. Diese als umweltschädlich geltende Methode wird auch heute noch angewendet. Auch die flächendeckende Besprühung mit dem in den Industrieländern verbotenen Pestizid DDT wird in vielen Ländern zur Malaria-Bekämpfung eingesetzt^[16].

Seit 1987 wird entlang des Oberrheins von der Kommunalen Arbeitsgemeinschaft zur Bekämpfung der Schnakenplage das Bakterium Bacillus thuringiensis israelensis (BTI) zur Bekämpfung von Stechmücken (vor allem von Aedimorphus vexans, die in dieser Gegend auch Rheinschnake genannt wird) eingesetzt. Das Mittel wird großflächig mit Hubschrauber als Eisgranulat ausgebracht und führt zu einem Absterben der Mückenlarven durch Schädigung des Verdauungstrakts. Naturschutzfachlich ist BTI umstritten^[17], da es nicht, wie oft behauptet, ausschließlich auf Culiciden wirkt, sondern beispielsweise auch die harmlosen Chironomidae und die als Grundlage der aquatischen Nahrungskette überaus bedeutsamen Grünalgen abtötet. Die Artenzusammensetzung, auch bei Tieren, die von BTI nicht unmittelbar betroffen scheinen, kann sich durch dessen Einsatz in wenigen Jahren drastisch verändern. Diese Art der Bekämpfung findet inzwischen auch in anderen Regionen Deutschlands (zum Beispiel am Chiemsee) Anwendung.

Wichtigstes Vorgehen in normalen Wohnsiedlungen ist das regelmäßige Leeren von Regentonnen oder kleinen Wasseransammlungen bzw. deren Abdeckung. Im Gartenteich kann die Entwicklung von Stechmücken zum Beispiel mit einem Fischbesatz behindert werden. Fische fressen allerdings auch andere, in einem möglichst artenreichen Gartenteich erwünschte Wasserbewohner, die ihrerseits teilweise Räuber von Stechmücken sind. So jagen erwachsene Libellen (Odonata) auch adulte Stechmücken; Libellenlarven können einen vermindernden Effekt auf die Anzahl von Mückenlarven haben. Die Larven und Erwachsenen der Rückenschwimmer (Notonectidae), der Schwimmkäfer (Dytiscidae) und bestimmter Wasserfreunde (Hydrophilidae) fressen ebenfalls Stechmückenlarven. ^[18]

Es gibt darüber hinaus verschiedene Einzelmaßnahmen des Insektenschutzes, mit denen man sich vor Mückenstichen schützen kann.

Ökologische Aspekte

Aus ökologischer Sicht gilt die flächendeckende Bekämpfung der Stechmücke als bedenklich, denn in den Gewässern sind Mückeneier und -larven ein wichtiges Glied in der Nahrungskette für Insekten, Spinnen, Vögel, Fische und andere Insektenfresser. Insbesondere in den Tundren der Erde spielen die enorm großen Mückenschwärme eine Rolle bei den jährlichen Wanderungen der Rentiere und Karibus, indem sie die Tiere veranlassen, immer höher ins Gebirge zu steigen.^[19] Ohne diese zyklischen Wanderungen würden die empfindlichen Tundren des hohen Nordens sehr schnell überweidet werden. Eine vermutete große Bedeutung der Bestäubungsfunktion vor allem in den blüten- und mückenreichen, aber bienenarmen Tundren des Nordens ist noch nicht abschließend untersucht.^[16]

Gentechnische Ansätze

Mithilfe der Gentechnik wurden verschiedene Ansätze zur Stechmückenbekämpfung entwickelt. Eine Strategie besteht in der Freisetzung von genetisch sterilen Männchen, die nach der Paarung mit Weibchen nicht lebensfähige Nachkommen produzieren. Eine weitere Strategie umfasst das Einbringen von krankheitsunempfindlichen Genen in Stechmückenpopulationen, wodurch diese Krankheiten nicht mehr übertragen können.^[20]

Arten und Gattungen (Auswahl)

Unterfamilie Anophelinae

• Gattung Anopheles
  • Anopheles gambiae "Gambische Malariamücke"
  • Anopheles stephensi "Stephens Malariamücke"
  • Anopheles maculipennis "Fiebermücke"
  • Anopheles claviger
  • Anopheles plumbeus
• Gattung Bironella
• Gattung Chagasia

Unterfamilie Culicinae

• Tribus Aedini (Belkin, 1962) (Stand 2009, nach Reinert, Harbach & Kitching)
  • Gattung Acartomyia (Theobald, 1903)
    • Acartomyia mariae (Sergent & Sergent, 1903)
    • Acartomyia phoeniciae (Coluzzi & Sabatini, 1968)
    • Acartomyia zammitii (Theobald, 1903)
  • Gattung Aedes (Meigen, 1818)
    • Aedes cinereus (Meigen, 1818)
    • Aedes geminus (Peus, 1970)
    • Aedes rossicus (Dolbeski, Gorickaja & Mitrofanova 1930)
  • Gattung Aedimorphus (Theobald, 1903)
    • Aedimorphus vexans "Wiesenmücke oder Rheinschnake"
  • Gattung Dahliana Reinert, Harbach & Kitching, 2006
    • Dahliana echinus (Edwards, 1920)
    • Dahliana geniculatus (Olivier, 1791)
    • Dahliana gilcolladoi (Sanchez-Covica Villa, Rodriguez Rodriguez & Guillen Uera, 1985)
  • Gattung Fredwardsius (Reinert, 2000)
    • Fredwardsius vittatus (Bigot, 1861)
  • Gattung Finlaya Theobald, 1903
    • Finlaya kochi
  • Gattung Georgecraigius Reinert, Harbach & Kitching, 2006
    • Untergattung Georgecraigius
      • Georgecraigius (Georgecraigius) atropalpus (Coquillett, 1902)
      • Georgecraigius (Georgecraigius) epactius (Dyar & Knab, 1908)
    • Untergattung Horsfallius Reinert, Harbach & Kitching, 2006
      • Georgecraigius (Horsfallius) fluviatilis (Lutz, 1904)
  • Gattung Haemagogus
  • Gattung Hulecoeteomyia Theobald, 1904
    • Hulecoeteomyia japonica (Theobald, 1901)
  • Gattung Ochlerotatus (Lynch Arribálzaga, 1891)
    • Untergattung Ochlerotatus (Lynch Arribálzaga, 1891)
      • Ochlerotatus (Ochlerotatus) angustivittatus (Dyar & Knab, 1907)
      • Ochlerotatus (Ochlerotatus) atactavittatus (Arnell, 1976)
      • Ochlerotatus (Ochlerotatus) auratus (Grabham, 1906)
    • Untergattung Rusticoidus (Shevchenko & Prudkina 1973)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) krymmontanus (Alekseev 1989)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) lepidonotus (Edwards 1920)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) quasirusticus (Torres Cafiamares 1951)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) refiki (Medschid 1928)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) rusticus (Rossi 1790)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) rusticus var. subtrichurus (Martini 1927)
      • Ochlerotatus (Rusticoidus) subdiversus (Martini 1926)
    • Untergattung Woodius Reinert, Harbach & Kitching, 2009
      • Ochlerotatus (Woodius) diantaeus (Howard, Dyar & Knab, 1913)
      • Ochlerotatus (Woodius) intrudens (Dyar, 1919)
    • Unbeschriebene Untergattung
      • Ochlerotatus annulipes (Meigen, 1830)
      • Ochlerotatus behningi (Martini, 1926)
      • Ochlerotatus berlandi (Seguy, 1921)
      • Ochlerotatus cantans cantans (Meigen, 1818)
      • Ochlerotatus cantans var.subvexans (Martini, 1922)
      • Ochlerotatus caspius (Pallas, 1771)
      • Ochlerotatus caspius ssp. meirai (Ribeiro, Ramos, Capela & Pires, 1980)
      • Ochlerotatus caspius var. hargreavesi (Edwards, 1920)
      • Ochlerotatus cataphylla (Dyar, 1916)
      • Ochlerotatus coluzzii (Rioux, Guilvard & Pasteur, 1998)
      • Ochlerotatus communis (de Geer 1776)
      • Ochlerotatus cyprius (Ludlow, 1920)
      • Ochlerotatus dorsalis (Meigen 1830)
      • Ochlerotatus detritus (Haliday, 1833)
      • Ochlerotatus duplex (Martini, 1926)
      • Ochlerotatus euedes (Howard, Dyar & Knab, 1913)
      • Ochlerotatus excrucians (Walker, 1856)
      • Ochlerotatus flavescens (Mueller, 1764)
      • Ochlerotatus hexodontus (Dyar, 1916)
      • Ochlerotatus hungaricus (Mihalyi, 1955)
      • Ochlerotatus impiger (Walker, 1848)
      • Ochlerotatus leucomelas (Meigen, 1804)
      • Ochlerotatus nigrinus (Eckstein, 1918)
      • Ochlerotatus nigripes (Zetterstedt, 1838)
      • Ochlerotatus pionips (Dyar, 1919)
      • Ochlerotatus pulcritarsis (Rondani, 1872)
      • Ochlerotatus pullatus (Coquillett, 1904)
      • Ochlerotatus punctodes (Dyar, 1922)
      • Ochlerotatus punctor (Kirby, 1837)
      • Ochlerotatus riparius (Dyar & Knab, 1907)
      • Ochlerotatus sticticus (Meigen, 1838) "Auwaldmücke" (früher Aedes stricticus)
      • Ochlerotatus surcoufi (Theobald, 1912)
      • Ochlerotatus thibaulti (Dyar & Knab, 1910)
  • Gattung Psorophora Robineau-Desvoidy, 1827
  • Gattung Stegomyia Theobald 1901
    • Stegomyia aegypti (Linnaeus 1762) "Gelbfiebermücke" (auch Aedes (Stegomyia) aegypti)
    • Stegomyia albopicta (Skuse 1895) "Asiatische Tigermücke" (Aedes (Stegomyia) albopictus)
    • Stegomyia cretina (Edwards 1921)
  • Gattung Verrallina Theobald, 1903
    • Verrallina harbachius
    • Verrallina neomacleaya
    • Verrallina verrallina
  • Gattung Zeugnomyia Leicester, 1908
• Tribus Culicini
  • Gattung Culex
    • Culex pipiens "Gemeine Stechmücke" oder "Nördliche Hausmücke"
    • Culex quinquefasciatus "Südliche Hausmücke"
    • Culex modestus
• Tribus Culisetini
  • Gattung Culiseta
    • Culiseta annulata "Ringelmücke" oder "Große Hausmücke"
    • Culiseta morsitans
• Tribus Mansoniini
  • Gattung Mansonia
  • Gattung Coquillettidia Dyar, 1905
    • Coquillettidia richiardii (Ficalbi, 1889)
• Tribus Sabethini
  • Gattung Sabethes
  • Gattung Wyeomyia

Siehe auch

• andere blutsaugende Mücken: Kriebelmücken, Sandmücken und Gnitzen
• weitere blutsaugende Fliegen: Tsetsefliegen, Bremsen, Lausfliegen und einige echte Fliegen
• Kommunale Arbeitsgemeinschaft zur Bekämpfung der Schnakenplage

Literatur

• N. Becker et al.: Mosquitoes and their Control. Kluwer Academic/Plenum Publishers. New York, Boston, Dordrecht, London, Moskau 2003, ISBN 0-306-47360-7
• H. Bellmann, K. Honomichl, W. Jacobs, M. Renner: Biologie und Ökologie der Insekten: Ein Taschenlexikon. 4. überarbeitete Auflage, Spektrum Akademischer Verlag, 2007, ISBN 3-8274-1769-4
• M. Chinery: Pareys Buch der Insekten. Franckh-Kosmos, Stuttgart 2004, ISBN 3-440-09969-5
• J. D. Gillett: The Mosquito: Its Life, Activities and Impact on Human Affairs. Doubleday, Garden City 1972, ISBN 0-385-01179-2
• W. Lechthaler: Culicidae – Key to Larvae, Pupae and Males from Central and Western Europe. Bestimmungssoftware auf CD-ROM, Eutaxa-Eigenverlag, ISBN 3-9501839-2-2
• E. Martini: Über Stechmücken, besonders deren europäische Arten und ihre Bekämpfung. Verlag von Johann Ambrosius Barth, Leipzig 1920
• W. Mohrig: Die Culiciden Deutschlands. Untersuchungen zur Taxonomie, Biologie und Ökologie der einheimischen Stechmücken. Parasitologische Schriftenreihe, Heft 18. Gustav Fischer, Jena 1969
• F. Peus: Stechmücken. Die Neue Brehm – Bücherei Bd 22. Nachdruck der Auflage von 1951 bei Westarp Wissenschaften-Verlagsgesellschaft, Hohenwarsleben 1951, ISBN 3-89432-516-X
• A. Rose & M. Geier: Warum es nützt, den Feind zu locken: Stechmücken in die Irre geführt. Stechmücken als Krankheitsüberträger. In: Fürst W. & Bauernschmitt J. (Hrsg.): Biotechnologie in Bayern. Media Mind, München 2004, S. 64–68 (PDF-Datei 145 kb)
• F. Schaffner et al.: The Mosquitoes of Europe / Les Moustiques d’Europe. Bestimmungssoftware auf CD-ROM. IRD Éditions, Paris & EID Méditeranée, Montpellier 2001, ISBN 2-7099-1485-9
• A. Spielman and M. D’Antonio: Mosquito: A Natural History of Our Most Persistent and Deadly Foe. Hyperion Press, New York 2001, ISBN 0-7868-6781-7

Einzelnachweise

1. ↑ Mosquito Information. American Mosquito Control Association, abgerufen am 9. Dez. 2008. 
2. ↑ Culicidae. Fauna Europaea, abgerufen am 29. Juli 2007. 
3. ↑ G.O. Poinar et al. (2000): Paleoculicis minutus (Diptera: Culicidae) n. gen., n. sp., from Cretaceous Canadian amber with a summary of described fossil mosquitoes. Acta Geologica Hispanica 35: 119–128. PDF 177 kb
4. ↑ A. Borkent & D.A. Grimaldi (2004): The earliest fossil mosquito (Diptera: Culicidae), in Mid-Cretaceous Burmese amber. Ann Ent Soc Am 97: 882–888.
5. ↑ U.S. Jhumur, S. Dötterl & A. Jürgens (2008): Floral Odors of Silene otites: Their Variability and Attractiveness to Mosquitoes. J Chem Ecol 34: 14–25. PDF 275 kb
6. ↑ Becker et al.: Mosquitoes and their control, Springer 2003, ISBN 0-306-47360-7
7. ↑ E. Roubaud (1929) Cycle autogène d ’attente et générations hivernales suractives inapparentes chez le moustique commun, Culex pipiens L. C. R. Acad. Sci., Paris 188: S. 735–738
8. ↑ T. Su & M.S. Mulla (1997) Physiological Aspects of Autogeny in Culex tarsalis (Diptera: Culicidae): Influences of Sugar-feeding, Mating, Body Weight, and Wing Length. Journal of Vector Ecology 22(2): S. 115–121
9. ↑ Steib B. et al. (2001) The effect of lactic acid on odor related host preference of yellow fever mosquitoes. Chemical Senses 26: 523–528
10. ↑ Geier M. et al (1999) Influence of odour plume structure on upwind flight of mosquitoes towards hosts. Journal of Experimental Biology 202: 1639–1648.
11. ↑ Kröckel U. et al. (2006) New tools for surveillance of adult yellow fever mosquitoes: Comparison of trap catches with human landing rates in an urban environment. Journal of the American Mosquito Control Association 22: 229–238.
12. ↑ M. Cabrera & K. Jaffe: An aggregation pheromone modulates lekking behaviour in the vector mosquito Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Journal of the American Mosquito Control Association, 23, 1, S. 1–10, 2007
13. ↑ G. Gibson & I. Russel (2006) Flying in tune: sexual recognition in mosquitoes." Current Biology 16(13): S. 1311–1316.
14. ↑ Veterinärmedizinische Universität Wien: Epidemiologie Zugriff 20. Oktober 2008.
15. ↑ M. Laine, R. Luukkainen & A. Toivanen (2004): Sindbis viruses and other alphaviruses as cause of human arthritic disease (review). Journal of Internal Medicine 256 (6): 457–471.
16. ↑ ^{a b} Alan Weisman, Die Welt ohne uns. Reise über eine unbevölkerte Erde. Piper, München 2007, ISBN 978-3-492-05132-3
17. ↑ Boisvert M. & Boisvert J. (2000) Effects of Bacillus thuringiensis var. israelensis on Target and Nontarget Organisms: a Review of Laboratory and Field Experiments. Biocontrol Science and Technology 10(5): 517–561
18. ↑ Quiroz-Martínez H. & Rodriguez-Castro A. (2007) Aquatic insects as predators of mosquito larvae. AMCA Bulletin 23 (7): 110-117
19. ↑ http://www.bd.lst.se/publishedObjects/10000872/Renbete_2006.18.pdf
20. ↑ John M Marshall: The Cartagena Protocol and genetically modified mosquitoes. Nature Biotechnology, Vol. 28, Nr. 9, September 2010. S. 896-7.

Weblinks

 Commons: Stechmücken – Sammlung von Bildern, Videos und Audiodateien

 Wiktionary: Gelse – Bedeutungserklärungen, Wortherkunft, Synonyme, Übersetzungen

 Wiktionary: Stechmücke – Bedeutungserklärungen, Wortherkunft, Synonyme, Übersetzungen

• O’nyong-nyong-Fieber durch Stechmücken übertragbar
• http://www.naturspektrum.de/spezies/culex_pipiens.php Informationen und lizenzfreie Fotos
• http://www.hydro-kosmos.de/winsekt/culex.htm Stechmücken, Stechmückenlarven und ihre Lieblingsgewässer
• http://www.apug.de/archiv/pdf/Klima_Krankheitserreger_2004.pdf auch Culicidae und deren Vektorfunktion ab S. 61 (PDF-Datei; 3,43 MB)
• http://www.biologie.uni-regensburg.de/Zoologie/Geier/stechmuecken-krankheiten.html Überblick über von Stechmücken übertragene Infektionskrankheiten.
• http://www.mosquitocatalog.org Walter Reed Biosystematics Unit (WRBU) – Systematic Catalog of Culicidae. Datenbank der Mückenarten der Welt, in englischer Sprache.
• European Mosquito Bulletin